Em formação

Origens dos fatores de transcrição e RNA polimerase

Origens dos fatores de transcrição e RNA polimerase



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Eu estava aprendendo sobre fatores de transcrição e RNA polimerase na Khan Academy para complementar as palestras do Dr. Robert Sapolsky sobre Biologia Comportamental Humana. Como eu entendo:

  • A polimerase de RNA transcreve DNA em RNA
  • Fatores de transcrição são proteínas que ajudam a RNA polimerase a se ligar ou inibir a ligação ao DNA e a transcrevê-la em RNA
  • Fatores de transcrição chamados ativadores ajuda a RNA polimerase a se ligar ao DNA
  • Fatores de transcrição chamados repressores evitar que a RNA polimerase se ligue ao DNA

Parece que precisamos de fatores de transcrição e da RNA polimerase para expressar genes e produzir suas proteínas correspondentes. Mas os fatores de transcrição e a RNA polimerase são as próprias proteínas. Portanto, eles devem ter vindo de seus respectivos genes. Isso parece um problema do tipo "ovo e galinha".

Como os primeiros organismos com material genético contornaram esse problema?


Esta é uma das principais características do RNA World. O que quero dizer com isso é que o RNA não atua apenas como um repositório de informações genéticas, mas também como uma enzima. Esta enzima é conhecida como Ribozima. A ribozima confere uma propriedade autorreplicante ao RNA, levando à hipótese de que o RNA pode ser o ancestral do material genético autorreplicante atual.


8.5: Síntese de proteínas: transcrição (DNA para RNA)

  • Contribuição de Michael W. Klymkowsky e Melanie M. Cooper
  • Professores (MSCD e Química) na University of Colorado Boulder e na Michigan State University

Tendo apresentado a você o código genético e o mRNA, embora brevemente, retornamos agora ao processo pelo qual um polipeptídeo é especificado por uma sequência de DNA. Nossa primeira tarefa é entender como podemos encontrar a região específica da molécula de DNA que codifica um polipeptídeo específico que estamos procurando por uma região (relativamente) curta de DNA dentro de milhões (em procariotos) ou bilhões (em eucariotos) de pares de bases de DNA. Portanto, embora a natureza de fita dupla do DNA torne as informações armazenadas nele redundantes (um fato que torna a replicação do DNA simples), a sequência de nucleotídeos específica que será decodificada usando o código genético está presente em apenas uma das duas fitas. Do ponto de vista da sequência polipeptídica, a outra cadeia não faz sentido.

Como observamos, um gene é uma região (ões) de uma molécula de DNA maior. Parte da sequência do gene & rsquos é conhecida como sua região reguladora, esta região do DNA é usada (como parte de um sistema maior envolvendo os produtos de outros genes) para especificar quando, onde e quanto o gene é & ldquoexpresso & rdquo. Então, o que é expresso? Esta é a parte da sequência do gene & rsquos que é usada para direcionar a síntese de uma molécula de RNA, conhecida como região transcrita ou transcrito. Dentro da região transcrita está a região do RNA que realmente codifica o polipeptídeo, por meio do processo de tradução - isso é conhecido como região de codificação. As regiões do RNA que não são traduzidas são conhecidas como regiões não traduzidas (UTRs). Normalmente, a região de codificação de uma molécula de RNA está localizada entre uma UTR 5 & rsquo e uma UTR 3 & rsquo.

Uma vez que uma região reguladora do gene e rsquos é identificada (pela ligação de um tipo específico de proteína - veja abaixo), uma RNA polimerase dependente de DNA se liga ao complexo proteína-DNA e a síntese de uma molécula de mRNA começa. Como uma simplificação geral, diremos que um gene é expresso quando o RNA que sua região transcrita codifica é sintetizado (nota: embora as regiões regulatórias geralmente não sejam transcritas, elas ainda fazem parte do gene). Podemos adiar outras complexidades para mais tarde (e para as aulas subsequentes). É importante reconhecer que um organismo tão & ldquosimples & rdquo quanto uma bactéria contém milhares de genes e que diferentes conjuntos de genes são usados ​​em diferentes ambientes e situações, e em diferentes combinações para produzir comportamentos específicos. Em alguns casos, esses comportamentos podem ser mutuamente antagônicos. Por exemplo, uma bactéria que enfrenta um ambiente de secagem rápida pode ativar genes específicos envolvidos em crescimento e divisão rápidos, a fim de se preparar (por meio da expressão de outros genes que se ativam) para sobreviver em um ambiente mais hostil. Nosso objetivo não é ter previsões precisas sobre o comportamento de um organismo em uma situação particular, mas sim ser capaz de fazer previsões plausíveis sobre como a expressão do gene mudará em resposta a várias perturbações. Isso exige que consideremos, embora em um nível bastante elementar, alguns dos processos regulatórios estão ativos nas células.

Então você precisa pensar, quais são os componentes moleculares que podem reconhecer as sequências regulatórias de um gene? A resposta é proteínas. A classe de proteínas que faz isso é conhecida genericamente como fatores de transcrição. Sua propriedade compartilhada é que eles se ligam com alta afinidade a sequências específicas de nucleotídeos dentro das moléculas de DNA. A próxima questão é como um RNA é feito com base em uma sequência de DNA? A resposta é RNA polimerase dependente de DNA, à qual nos referiremos como RNA polimerase. Freqüentemente, grupos de genes compartilham sequências regulatórias reconhecidas por fatores de transcrição específicos. Como veremos, isso torna possível regular grupos de genes específicos de maneira coordenada. Agora vamos ver como, exatamente (embora em baixa resolução), isso é feito, primeiro em bactérias e depois em células eucarióticas.

Neste ponto, precisamos reconhecer explicitamente os aspectos comuns dos sistemas biológicos. Eles são altamente regulados, adaptativos e homeostáticos - ou seja, eles podem ajustar seu comportamento às mudanças em seu ambiente (interno e externo) para manter o estado de vida. Esses tipos de comportamento são baseados em várias formas de regulação de feedback. No caso do sistema de expressão de genes bacterianos, existem genes que codificam fatores de transcrição específicos. Quais desses genes são expressos determina quais proteínas do fator de transcrição estão presentes e quais genes são ativamente expressos. Obviamente, o próprio gene que codifica um fator de transcrição específico é regulado. Os fatores de transcrição podem atuar positiva ou negativamente, o que significa que podem levar à ativação da transcrição ou à sua inibição. Além disso, a atividade de determinados fatores de transcrição pode ser regulada (um tópico ao qual retornaremos mais adiante neste capítulo).

Para um fator de transcrição regular um gene específico, positiva ou negativamente, ele deve ser capaz de se ligar a locais específicos no DNA. Se um gene é expresso ou não (seja & ldquoon & rdquo ou & ldquooff & rdquo) depende de quais fatores de transcrição são expressos, são ativos e podem interagir produtivamente com a RNA polimerase dependente de DNA (RNA polimerase). A inativação de um fator de transcrição pode envolver vários mecanismos, incluindo sua destruição, modificação ou interações com outras proteínas, de modo que ele não pode mais interagir produtivamente com sua sequência de DNA alvo ou com a RNA polimerase. Uma vez que um fator de transcrição esteja ativo, ele pode se difundir através da célula e (em células procarióticas que não têm interações de controle de barreira com o DNA) pode se ligar às suas sequências de DNA alvo. Agora, uma RNA polimerase pode se ligar ao complexo DNA-fator de transcrição, uma interação que leva à ativação da RNA polimerase e ao início da síntese de RNA, usando uma fita de DNA para direcionar a síntese de RNA. Assim que a RNA polimerase for ativada, ela se afastará do complexo fator de transcrição-DNA. O fator de transcrição ligado ao DNA pode então ligar-se a outra polimerase ou o fator de transcrição pode ser liberado do DNA (em resposta a colisões em nível molecular), que se difundirá, interagirá com outros fatores regulatórios ou se religará a outros locais no DNA. Claramente, o número de cópias do fator de transcrição e seus parceiros de interação e locais de ligação ao DNA terão impacto sobre o comportamento do sistema.

Como um lembrete, a síntese de RNA é uma reação termodinamicamente desfavorável, então para que ocorra deve ser acoplada a uma reação termodinamicamente favorável, em particular hidrólise de trifosfato de nucleotídeo (ver capítulo anterior). A RNA polimerase se move ao longo do DNA (ou o DNA se move através da RNA polimerase, sua escolha), para gerar uma molécula de RNA (o transcrito). Outros sinais dentro do DNA levam ao término da transcrição e à liberação da RNA polimerase. Uma vez liberada, a RNA polimerase retorna ao seu estado inativo. Ele pode atuar em outro gene se a RNA polimerase interagir com um fator de transcrição ligado ao seu promotor. Uma vez que vários tipos de proteínas de fator de transcrição estão presentes dentro da célula e a RNA polimerase pode interagir com todos eles, quais genes são expressos dentro de uma célula dependerão das concentrações e atividades relativas de fatores de transcrição específicos e suas proteínas regulatórias, juntamente com as afinidades de ligação de fatores de transcrição particulares para sequências de DNA específicas (em comparação com sua ligação geral de baixa afinidade ao DNA em geral).


BIOQUÍMICA, BIOMEDICINA e FARMACÊUTICA

1) Identifique a afirmação correta em relação à função do ácido ribonucléico (RNA)
a) o RNA mensageiro serve como um modelo para a síntese de proteínas
b) o tRNA serve como a molécula adaptadora para a adição de aminoácidos e alongamento da cadeia peptídica
c) o RNA ribossomal serve como maquinário para a síntese de proteínas
d) Todas as alternativas

2) Qual dos seguintes RNA desempenha as funções regulatórias, incluindo splicing, silenciamento de genes?
a) mRNA
b) tRNA
c) rRNA
d) RNA pequeno

3) Qual das afirmações a seguir NÃO é verdadeira em relação à transcrição / síntese de RNA?
a) A síntese de RNA ocorre no núcleo
b) Ao contrário da síntese de DNA, a única sequência seletiva de DNA é transcrita para RNA
c) A síntese de RNA requer um pequeno trecho de primers de RNA
d) Sequências de DNA, proteínas específicas e pequenos RNAs regulam a síntese de RNA.

4) As porções de açúcar pentose são a principal diferença estrutural entre DNA e RNA. Além disso, qual das alternativas a seguir está principalmente associada à molécula de RNA?
a) O RNA consiste em timina em vez de uracila
b) As moléculas de RNA são de estrutura altamente ramificada
c) As moléculas de RNA têm maiores complexidades estruturais
d) As moléculas de RNA são antiparalelas e de fita dupla

5) Em procariotos, a RNA polimerase catalisa a síntese de:
a) mRNA
b) rRNA
c) tRNA
d) Todas as alternativas

6) A RNA polimerase é uma enzima de múltiplas subunidades que reconhece uma sequência de nucleotídeos de consenso (região do promotor) a montante do local de início da transcrição. Em procariotos, a sequência do promotor de consenso consiste em 5-TATAAT-3 ', também conhecido como
a) Caixa de realçador
b) Caixa Pribnow
c) Unidade de transcrição
d) Nenhuma das anteriores

7) A RNA polimerase catalisa a síntese de RNA por adição de monofosfato de nucleotídeo e liberação de pirofosfato para trifosfato de nucleotídeo. RNA polimerase
a) consiste em atividade de exonuclease 5'-3 '
b) não tem atividade de endonuclease 3'-5 '
c) é uma enzima de alta fidelidade
d) Todas as alternativas

8) Em procariotos, uma holoenzima RNA polimerase consiste em quatro subunidades centrais, a saber 2α, 1β, 1β 'e um promotor que reconhece a subunidade σ. Também pode exigir um fator de terminação para a terminação do fator de transcrição. Qual das alternativas a seguir é um fator de transcrição?
a) fator gama
b) fator delta
c) fator épsilon
d) fator rho

9) Em procariotos, TTGACA é uma sequência de nucleotídeos de consenso a montante que é necessária para a transcrição. Passo
a) Iniciação
b) alongamento
c) Rescisão
d) Capping

10) O término da transcrição ocorre de maneira rho-dependente e rho-independente. Qual das afirmações a seguir NÃO é verdade em relação ao término da transcrição
a) as proteínas rho reconhecem a região rica em C perto da extremidade 3 'do RNA recém-sintetizado
b) a terminação independente de rho ocorre quando a transcrição atinge a estrutura palindrômica levando à formação de grampos de cabelo
c) a proteína rho compete com a RNA polimerase pela ligação aos nucleotídeos
d) Nenhuma das anteriores

11) A rifamicina é um antibiótico usado no tratamento da tuberculose. Ele se liga a. subunidade da RNA polimerase e inibe o início da transcrição.
a) α,
b) β
c) σ
d) ζ

12) Em eucariotos, o processo de síntese de RNA é mais complexo do que em procariotos. O processo de síntese de RNA é regulado pela estrutura da cromatina, sequências a montante e a jusante, parceiros de ligação, etc. Qual dos seguintes é VERDADEIRO em relação ao processo de transcrição em eucariotos:
a) Os genes mais ativamente transcritos são encontrados em uma forma vagamente relaxada de cromatina chamada eucromatina
b) O segmento mais inativo do DNA é encontrado na estrutura da cromatina compacta chamada heterocromatina
c) A modificação da histona, como a metilação, a acetilação regula a transcrição do RNA modulando a estrutura da cromatina
d) Todas as alternativas

13) Em eucariotos, três RNA polimerases diferentes estão envolvidas na síntese de uma classe diferente de RNAs, a saber: rRNA, tRNA e mRNA. A RNA polimerase necessária para a síntese de mRNA é
a) RNA polimerase I
b) RNA polimerase II
c) RNA polimerase III
d) Nenhuma das anteriores

14) Em eucariotos, as sequências promotoras de consenso (TATA box) que são necessárias para o início da transcrição estão geralmente presentes
a) 10 nucleotídeos a montante do local de início da transcrição (TSS)
b) 25 nucleotídeos a montante de TSS
c) 10 nucleotídeos a jusante de TSS
d) 25 nucleotídeos a jusante de TSS

15) Os potenciadores são sequências especiais de DNA de ação cis que aumentam a taxa de transcrição pela RNA polimerase. Qual das afirmações a seguir é verdadeira em relação aos intensificadores?
a) 10 elementos a montante de nucleotídeos
b) elementos a jusante de 25 nucleotídeos
c) apresentar nucleotídeo mais próximo ou 1000s a montante ou a jusante de TSS
d) Todas as alternativas

16) O capeamento de nucleotídeo impede a clivagem rápida do mRNA e catalisada pela guanililtransferase. Identifique a tampa do nucleotídeo que está anexada na extremidade 5 'do mRNA.
a) 5-metil guanosina
b) 7-metil guanosina
c) 5-acetilguanosina
d) 7-acetilguanosina

17) A poliadenilação é uma modificação pós-transcrição que estabiliza o mRNA e evita a clivagem. A sequência de consenso PolyA é
a) (AAGAAA) n
b) (AACAAA) n
c) (AATAAA) n
d) (AAUAAA) n

18) Em eucariotos, os transcritos primários são processados ​​para remover a sequência interveniente resultando em mRNA e o processo é conhecido como splicing. O complexo de RNA, nucleoproteínas que executam o processo de splicing, é denominado:
a) Primosome
b) Forquilha de emenda
c) Spliceosome
d) Nenhuma das anteriores

19) O papel das pequenas partículas de ribonucleoproteína nuclear (snRNPs) é
a) para ligar sítios intrônicos e segmentos de exon
b) facilitar o loop dos dois exons no alinhamento correto para o splicing
c) Todas as opções acima
d) Nenhuma das anteriores

20) Os autoanticorpos contra as pequenas nucleoproteínas estão presentes em
a) beta talassemia
b) lúpus eritematoso sistêmico
c) Fenilcetonúria
d) Nenhuma das anteriores

21) A diversidade de ligação do anticorpo é um resultado de um tipo de splicing que produz variantes de mRNA e variantes de proteína pelo processamento de diferentes segmentos de exons. O processo é conhecido como
a) União de diversidade
b) Emendas alternativas
c) Splicing conservador
d) Nenhuma das anteriores

22) A caixa CAAT está presente em muitos
a) Promotores procarióticos a montante da caixa TATÁ
b) Os promotores procarióticos estão a jusante da TATA box
c) Os promotores eucarióticos estão a montante da caixa TATÁ
d) Os promotores eucarióticos estão a jusante da caixa TATÁ

Respostas de múltipla escolha
1-d) Todas as alternativas
2-d) RNA pequeno
3- c) A síntese de RNA requer um pequeno trecho de primers de RNA
4- a) RNA consiste em timina em vez de uracila
5- d) Todas as alternativas
6-b) Caixa Pribnow
7-b) não tem atividade de endonuclease 3'-5 '
8- d) fator rho
9-a) Iniciação
10) -c) a proteína rho compete com a RNA polimerase pela ligação aos nucleotídeos
11- b) β
12- d) Todas as alternativas
13-b) RNA polimerase II
14-b) 25 nucleotídeos a montante de TSS,
15-c) apresentar nucleotídeo mais próximo ou 1000s a montante ou a jusante de TSS,
16-b) 7-metil guanosina
17-d) (AAUAAA) n
18-c) Spliceosome
19-c) Todas as alternativas
20-b) lúpus eritematoso sistêmico, 21- b) splicing alternativo
22-a) Promotores procarióticos a montante da caixa TATÁ


6.3 Visão geral da transcrição e processamento de RNA

Existem dois processos principais necessários para extrair as informações do DNA e usá-las para criar proteínas. Primeiro, a informação é transcrito na linguagem dos nucleotídeos, de uma molécula de DNA em uma molécula de RNA. A transcrição é como copiar as anotações de alguém, são as mesmas informações no mesmo idioma. Então, a molécula de RNA deve ser traduzido & # 8211 do idioma dos nucleotídeos para o idioma dos aminoácidos & # 8211 da mesma forma que você traduziria o texto de um idioma para outro.

Esta seção vai examinar o processo de transcrição, as enzimas necessárias para esse processo, as várias formas de RNA envolvidas e a etapa final do processamento de RNA que é necessária antes que o RNA possa ser traduzido em uma proteína. A transcrição e o processamento do RNA certamente farão parte do teste AP. Portanto, acompanhe enquanto cobrimos tudo o que você precisa saber sobre Transcrição e Processamento de RNA!

Transcrição de RNA é o processo que copia uma sequência de DNA em uma nova sequência de RNA, e é muito semelhante à replicação do DNA. Em vez de DNA polimerase, este processo usa RNA polimerase para separar as fitas e sintetizar uma nova molécula de RNA a partir do molde de DNA. Essa RNA polimerase reconhece uma sequência promotora no DNA e inicia o processo de transcrição a partir desses pontos. Isso é conhecido como iniciação.

A enzima RNA polimerase abre um bolha de transcrição na fita de DNA, o que permite que os nucleotídeos de RNA livres façam uma ligação de hidrogênio com a fita molde. À medida que cada nucleotídeo da fita de DNA molde se liga a um nucleotídeo de RNA complementar, a RNA polimerase catalisa a reação para formar o ligação fosfodiéster entre o grupo 3 'OH da sequência crescente de RNA e o grupo 5' fosfato do nucleotídeo livre. Esta parte do processo de transcrição do RNA é conhecida como alongamento.

A etapa final da transcrição do RNA, conhecida como terminação, ocorre quando este transcrito de RNA se separa do complexo de transcrição. Isso acontece de várias maneiras complexas em diferentes organismos, mas normalmente depende da sequência de nucleotídeos. Às vezes, a própria sequência forma uma estrutura terciária chamada de grampo de cabelo que ajuda a separar o RNA do DNA, enquanto outras vezes um proteína secundária reconhece uma sequência específica no RNA e separa fisicamente o RNA da fita molde. Isso deixa um transcrito primário de RNA.

Lembre-se de que essa transcrição primária de RNA é uma cópia exata da fita de DNA que contém o código de uma proteína (chamada de “fita sensorial”). Para fazer essa cópia exata, o DNA Template Strand é, na verdade, a fita antisense, uma vez que a RNA polimerase só pode operar combinando nucleotídeos complementares à fita template.

Uma última coisa a se notar é que as designações de fita sense e antisense dependem inteiramente do gene que está sendo transcrito. Embora a transcrição de RNA seja sempre criada na direção 5 'para 3', genes diferentes podem usar fitas diferentes do DNA para servir de modelo. A RNA polimerase simplesmente reconhecerá as regiões promotoras e se moverá na direção apropriada para cada gene.

Pense nisso ... cada gene é como um filme. Quando o filme é filmado, há muitas cenas e tomadas que devem ser excluídas do filme final. São como os íntrons de um gene. Eles devem ser cortados do transcrito primário de RNA e os exons devem ser unidos novamente para formar uma molécula de RNA funcional. Veremos esse processo na segunda metade deste vídeo. Por enquanto, vamos considerar os diferentes tipos de RNA que um transcrito primário pode se tornar.

O dogma central da biologia afirma que O DNA é transcrito em RNA e o RNA é traduzido em proteína. Que declaração falha em mencionar é que existem muitos tipos diferentes de RNA envolvidos na tradução da linguagem do ácido nucleico para a linguagem dos aminoácidos. Lembre-se de que existem literalmente dezenas de tipos diferentes de RNA e enzimas baseadas em RNA que desempenham papéis na regulação gênica e em outros processos celulares. Mas, existem três formas de RNA que são as formas mais onipresentes e importantes de RNA na maioria dos organismos.

RNA mensageiro (mRNA) é a forma de RNA que realmente armazena a sequência de nucleotídeos que pode ser traduzida em uma sequência de proteína. Ele carrega a mensagem genética do DNA no núcleo para os ribossomos fora do núcleo a ser traduzido. Mas o mRNA é apenas uma peça do quebra-cabeça.

O celular também precisa RNA ribossomal (rRNA) e transferência de RNA (tRNA) para traduzir esta sequência de ácido nucleico em uma sequência de aminoácidos. O RNA ribossômico forma uma estrutura quaternária com várias proteínas para criar um ribossomo funcional, como você pode ver aqui com o RNA ribossômico mostrado em laranja claro. Os ribossomos têm uma grande subunidade e uma pequena subunidade, que se unem em torno da molécula de mRNA. O RNA ribossômico e as proteínas têm áreas específicas que se ligam à molécula de mRNA e áreas que irão catalisar a formação de uma nova cadeia protéica. É aqui que os RNAs de transferência entram em ação.

Cada tRNA carrega um aminoácido específico e tem uma sequência anticódon específica exposta ao mRNA. Se todos esses três nucleotídeos anticódon forem complementos perfeitos da sequência do códon, a molécula de tRNA adicionará seu aminoácido à crescente cadeia polipeptídica. Então, o tRNA vazio será ejetado do ribossomo e reciclado. À medida que isso acontece, o ribossomo se move ao longo da molécula de mRNA para o próximo códon, até atingir um códon “STOP” e a sequência terminar. Abordaremos esse processo com mais detalhes na seção 6.4.

Você também deve observar que cada uma dessas formas de RNA é armazenada no código genético. Cada um é criado pelo processo de transcrição. No entanto, a transcrição primária de RNA deve sofrer processamento e modificação específica antes de se tornar mRNA, tRNA ou rRNA.

Conforme observado em vídeos anteriores, o código do DNA contém muito mais do que apenas as informações necessárias para criar a proteína. Por exemplo, algumas estimativas do genoma humano sugerem que apenas 8-15% do genoma realmente contém sequências que se tornam proteínas (conhecidas como exons) Os outros 85% (ou mais) consistem em elementos regulatórios (abordado na seção 6.5), telômeros, pseudogenes, repetir sequências, e íntrons. Algumas dessas estruturas servem a propósitos, enquanto outras parecem ser resquícios das complexidades da evolução. Enquanto a maioria dessas sequências não codificantes fica entre genes, os íntrons são sequências não codificantes que ficam dentro dos genes.

O processo de transcrição de RNA cria uma transcrição primária de RNA que ainda contém o íntrons. Como esses íntrons contêm DNA não codificante, deixá-los na molécula de mRNA criaria uma proteína sem sentido. Portanto, eles devem ser removidos através do processo de emenda. O processo de emenda começa com a remoção dos íntrons. Os exons restantes são reagrupados e ligados novamente para criar o transcrito pré-mRNA. Essa sequência normalmente contém apenas regiões codificantes, todas organizadas na ordem adequada para criar uma proteína. Este pré-mRNA precisa de algumas coisas para se tornar uma molécula de mRNA madura.

Duas pequenas adições são feitas a este transcrito de mRNA antes de ser exportado do núcleo para se tornar uma proteína. Primeiro, uma molécula de GTP é adicionado para o lado 5 'da molécula de RNA. Isso estabiliza a molécula e bloqueia a ocorrência de quaisquer reações químicas aleatórias. No lado 3 'da molécula, uma longa sequência de nucleotídeos de adenina Está adicionado. Como a molécula de GTP, este “Cauda poli-A” estabiliza o outro lado do pré-mRNA. Para fazer isso, várias proteínas reconhecem sequências específicas dentro do mRNA. Essas proteínas recrutam a poli (A) polimerase, que completa o processo de poliadenilação.

Assim, com os íntrons separados, uma cabeça GTP e uma cauda poli-A, o molécula de mRNA está pronto para sair do núcleo e ser traduzido. Lembre-se de que outras formas de RNA, incluindo tRNA e rRNA, também têm processamento pós-transcrição específico que os dobra na forma correta e adiciona vários elementos.

O genoma humano codifica cerca de 21.000 genes codificadores de proteínas. No entanto, esta é apenas uma pequena fração da variação total criada nas proteínas reais. Esta variação extra é criada através do processo de emenda alternativa.

No splicing e processamento regulares, todos os exons de cada gene são cortados e unidos novamente para criar o transcrito final do mRNA. Para entender por que esse processo pode mudar facilmente, vamos dar uma olhada em como o processamento de RNA realmente funciona.

Na maioria dos animais multicelulares, o processo de fatiar é realizado por uma estrutura enzimática complexa conhecida como spliceosome. Um spliceossomo consiste em 5 RNA nuclear pequeno (snRNA) moléculas e suas proteínas associadas unem-se em um complexo. O spliceossomo se liga essencialmente a cada íntron, conectando os exons e removendo os introns. Se o spliceosome cortar perfeitamente cada íntron e deixar cada exon, uma versão específica da proteína é criada. No entanto, esse processo é carregado com variações complexas.

Cada pequeno RNA nuclear é herdado geneticamente com mutações complexas. Além disso, as proteínas que criam o complexo spliceosome também estão sujeitas a variações. Isso pode criar spliceossomos que cortam certos exons inteiramente, levando a diferentes isoformas da mesma proteína. Essas isoformas também podem ter exons estendidos ou íntrons incluídos. Algumas isoformas podem funcionar de maneira diferente em diferentes tipos de tecido e ambientes, com base no spliceossomo que cada célula cria & # 8211 levando a funções celulares diferenciais. As muitas versões de uma proteína criada pela inclusão de diferentes exons e íntrons são possibilitadas por splicing alternativo.

Mais e mais estudos estão revelando que as proteínas com splicing alternativo respondem por quase dois terços dos genes em camundongos e humanos. Cada proteína com splicing alternativo pode ter entre 2-25 + variantes diferentes & # 8211, permitindo que certas proteínas funcionem de maneira muito diferente em diferentes tipos de células.


Origens da replicação e transcrição do DNA

As conexões evolutivas entre as polimerases de organismos celulares e vírus podem ser sobrepostas à árvore evolutiva da vida que se baseia nas filogenias das proteínas universais, a saber, os componentes do sistema de tradução e as grandes subunidades RNAP. Esta superposição sugere um cenário evolutivo plausível para a evolução dos DNAPs replicativos que está entrelaçado com a evolução dos RNAPs e RdRPs (Fig. 2). Dada a onipresença dos RNAPs com duas subunidades contendo DPBB em todos os 3 domínios da vida, esta enzima, obviamente, antecede o LUCA (Fig. 2a). Os RNAPs existentes assumem prontamente a atividade de RdRP, conforme demonstrado pela derivação evolutiva aparente de eRdRP da subunidade catalítica do fago RNAP [27], o envolvimento da planta RNAP II na replicação do viróide [66, 67] e RNAP animal II no vírus da hepatite delta replicação [68] e dados experimentais sobre a capacidade dos RNAPs de usar o RNA como um modelo in vitro sob certas condições, como aglomeração molecular [69].

Cenário proposto para a origem e evolução inicial da replicação e transcrição do DNA. uma Evolução de polimerases celulares (superior) e virais (inferior) a partir de um barril beta duplo psi (DPBB) e proteínas contendo o motivo de reconhecimento de RNA (RRM), respectivamente. As primeiras polimerases baseadas em DPBB e RRM provavelmente se originaram em protocélulas nos primeiros estágios de evolução, precedendo o surgimento da última polimerase Universal Cellular Ancestor (pré-LUCA) responsável pela replicação do genoma de LUCA e a transcrição evoluiu de um ancestral comum. RNAPs baseados em DPBB foram trocados entre os mundos celular e viral em ambas as direções. b Cenário para a evolução das máquinas de replicação do DNA nos 3 domínios da vida. As múltiplas formas de PolB que estão presentes em arquéias e eucariotos não são mostradas por uma questão de simplicidade. Diferentes domínios e subunidades são indicados com várias formas e cores. A estrela amarela indica um domínio de exonuclease ativo. Observe que a subunidade DP1 nas DNAPs eucarióticas é uma exonuclease inativada. DPBB é indicado com um símbolo de hashtag triplo, enquanto os domínios da palma (RRM) são indicados com setas. (e) RdRP, (eucariótico) RNA polimerase dependente de RNA (ss) RNAP, (subunidade única) RNA polimerase dependente de DNA RT, transcriptase reversa PolA, B, C e D, DNA polimerases das famílias A, B, C , e D DP1, subunidade pequena de PolD com atividade de exonuclease DP2, subunidade grande de PolD com atividade de DNA polimerase RH, domínio de ribonuclease H exo, domínio de exonuclease CTD, domínio C-terminal PIP, motivo de interação com PCNA MGE, elementos genéticos móveis

Assim, parece provável que a polimerase DPBB ancestral foi um RdRP que antecedeu a origem da replicação do DNA (ou seja, o advento do DNA como o material genético) [8, 21] e poderia ter sido pelo menos uma das enzimas responsáveis ​​pelo RNA replicação (veja abaixo). Dado que todas as polimerases existentes nesta linhagem contêm dois domínios DPBB, parece mais provável que a polimerase replicativa primordial já possuía este par característico de domínios DPBB que contribuem com resíduos de aminoácidos essenciais para o sítio catalítico. Esses domínios evoluíram concebivelmente por meio da duplicação de um único domínio DPBB ancestral (domínios DPBB únicos estão presentes em uma variedade de enzimas metabólicas [21]) e podem ter residido em uma única ou em duas subunidades (Fig. 2a). A forma DPBB ancestral que deu origem à primeira proteína RdRP pode ter começado como um domínio de ligação de RNA não catalítico que funcionou como um cofator para a ribozima RdRPs, mas após a duplicação, desenvolveu a atividade da polimerase e deslocou a ribozima. Notavelmente, dada a origem aparente da dobra DPBB do denominado barril RIFT encontrado em proteínas como fatores de tradução semelhantes a EF-Tu e proteína ribossomal L3 [70], as máquinas de replicação e transcrição baseadas em DPBB podem estar enraizadas no aparelho de tradução que antecedeu os genomas do DNA.

A origem das células baseadas em DNA envolveu a diferenciação do primordial two-DPBB RdRP em duas linhagens distintas: (1) o primeiro DNAP replicativo homólogo ao Archaeal PolD existente e (2) RNAP responsável pela transcrição (Fig. 2a). A separação das máquinas de replicação e transcrição pode ter sido precipitada pelo acréscimo de domínios adicionais em ambas as classes de enzimas. O surgimento de um DNAP capaz de síntese de DNA processivo que é necessário para a replicação foi habilitado pela fusão da polimerase DPBB com uma proteína de ligação de DNA e PCNA contendo dedo de Zn que deu origem ao CTD e uma fusão separada para um domínio KH de ligação a RNA que se tornou o domínio N-terminal do DNAP [20]. A função original da braçadeira deslizante permanece obscura, mas dada sua essencialidade em todos os três domínios da vida, é altamente provável que uma braçadeira deslizante do tipo PCNA fosse um componente do replissomo do LUCA. The conservation of the PIP motif in both PolD and eukaryotic PolB [52], indeed, strongly suggests that PCNA binding and utilization as the sliding clamp during replication are ancestral features. Accordingly, under this scenario, the replicative DNAP of LUCA was a DPBB-CTD enzyme that subsequently survived as PolD and retained its role in replication, in all archaea except for Crenarchaeota (Fig. 2b). Additionally, either already in LUCA or at an early stage of archaeal evolution, PolD acquired a distinct small subunit, a phosphoesterase that became the proofreading exonuclease [20, 71]. Assuming that the ancestral RdRP contained the two DPBB domains within a single polypeptide, in the transcription lineage, the ancestral two-DPBB enzyme split into the two subunits each of which captured multiple additional domains including a clamp unrelated to PCNA [21, 26]. An alternative possibility is the fusion of the two ancestral DPBB-containing subunits in PolD. The subsequent evolution of RNAPs involved multiple, independent secondary fusions in archaea and bacteria as well as one or more fusion events that gave rise to the DPBB-based single-subunit bacteriophage RNAPs, one of which was recruited for the eRdRP function in eukaryotic RNAi (Fig. 2a) [72].

Post-LUCA, at the point of divergence between archaea and bacteria, the ancestral DPBB-containing replicative DNAP was displaced by PolC in the bacterial lineage (Fig. 2b). The bacterial DNAP apparently originated from an ancestral Polβ family nucleotidyltransferase although high divergence obscures its specific ancestry. The evolution of archaea involved the acquisition of multiple B family DNAPs (Fig. 2b). Given the widespread of this DNAP family in viruses, the virus origin of archaeal PolBs appears most likely. Ultimately, given the conservation of the core RRM domain, which most likely originated in the RNA-protein world (Fig. 2a), PolB, conceivably, evolved within the pool of mobile genetic elements including primordial viruses that would parasitize on protocells even in the pre-LUCA era. Specifically, PolB could originate from the RT of primordial retroelements. PolBs were similarly acquired by several groups of bacteria, apparently, at later stages of evolution (Fig. 2b), and in these cases, clearly, from bacteriophages. Thus, the PolB line of descent seems to represent the second, after the DPBB line, evolutionary path from a primordial RNA-binding domain (i.e., RRM) to both RNA and DNA polymerases.

In most archaea, PolBs are not involved in replication but rather in repair-related functions. However, in Crenarchaeota, two paralogous PolB forms replaced the ancestral PolD as the replicative DNAPs. A similar displacement occurred at the onset of the evolution of eukaryotes. In this case, PolB apparently recombined with PolD, replacing the polymerase domain but retaining the CTD [40] (Fig. 2b). Subsequent duplications of PolB at the onset of the evolution of eukaryotes yielded DNAPs ε, δ, α, and ξ, the first two of which are responsible for replication. The evolution of PolB in eukaryotes also involved inactivation of the small exonuclease subunit (archaeal DP1) that retained a structural role. Conceivably, the exonuclease activity of the small subunit became dispensable in eukaryotes due to its functional redundancy with the exonuclease domain of the PolB which replaced the PolD large subunit (archaeal DP2) [71].

The transition from DNA to RNA synthesis occurred also in the evolution of the family A of DNAPs. The origin of PolA that is conserved in nearly all bacteria and clearly is ancestral in the bacterial domain remains uncertain. One possibility is that PolA was derived from an ancestral RRM polymerase, perhaps, in a virus, and then was captured by the bacterial ancestor. In bacteria, PolA is a repair enzyme that is not directly involved in replication, but it functions as the replicative polymerase in some viruses and in eukaryotic mitochondria. Notably, PolA was captured by a group of phages as a single-subunit RNAP and was subsequently recruited in the same capacity by eukaryotic mitochondria, in all likelihood, from a phage [73, 74]. Thus, recruitment of viral polymerases, which are often more catalytically efficient than cellular counterparts [75, 76], by cellular organisms appears to be a recurrent theme in evolution, with postulated replacement of PolD by PolB at the onset of eukaryotes being but one example (albeit one of major importance).

Finally, a notable case of switching from RNA to DNA synthesis is the family of archaeal-eukaryotic primases (AEP), another group of RRM (Palm) domain polymerases [77, 78]. The primary function of AEP appears to be the synthesis of RNA primers in archaea, eukaryotes, and many large viruses, such as the NCLDV and herpesviruses. However, many plasmids and other mobile genetic elements in prokaryotes apparently employ AEP (also known as PrimPol) as the replicative DNAP [79].


RNA POLYMERASES AND THE BASAL TRANSCRIPTIONAL COMPLEX

3.5 RNA POLYMERASE II

3.5.1 STEPWISE ASSEMBLY OF THE RNA POLYMERASE II BASAL TRANSCRIPTIONAL COMPLEX

Although some regulation of RNA polymerase I and III activity does occur therefore, this is much less extensive compared to the very wide variety of regulatory events affecting the activity of genes transcribed by RNA polymerase II. As discussed above, this results in a bewildering array of transcription factors interacting with this enzyme and conferring particular patterns of regulation. Interestingly, however, even the basal transcriptional complex which is essential for any transcription by this enzyme contains far more components than is the case for the other RNA polymerases (for reviews see Orphanides et al., 1996 Woychick and Hampsey, 2002 Roeder, 2003 Hahn, 2004 ).

One component of this complex which has been intensively studied and plays an essential role in RNA polymerase II mediated transcription is TFIID (for review see Burley and Roeder, 1996 ). In promoters containing a TATA box (see Chapter 1 , section 1.3.2 ), TFIID binds to this element, protecting a region from thirty-five bases to nineteen bases upstream of the start site of transcription in the human hsp70 promoter, for example. The binding of TFIID to the TATA box or equivalent region is the earliest step in the formation of the stable transcriptional complex, such binding being facilitated by another factor TFIIA ( Fig. 3.5a ) .

Figure 3.5 . Stages in the assembly of the stable transcriptional complex for RNA polymerase II transcription. As the polymerase moves away from the promoter to transcribe the gene, TFIIF remains associated with it whilst TFIIA and TFIID remain bound at the TATA box allowing the formation of a new stable complex and further rounds of transcription.

Interestingly, as TFIID is progressively purified, its requirement for TFIIA to aid its activity decreases. This is because in less purified preparations and in the intact cell, TFIID is associated with a number of inhibitory factors such as DR1 and DR2 which act by preventing its binding to the DNA and/or its interaction with other components of the basal complex such as TFIIB (see below) (for further discussion of the role of DR1, see Chapter 6 , section 6.3.3 ). One role of TFIIA appears to be to bind to TFIID and overcome this inhibition, thereby stimulating the activity of TFIID. Hence the need for TFIIA decreases as TFIID is purified away from these inhibitory factors, although it is likely to play a critical role in the intact cell. In addition, TFIIA may also play a role in the response to transcriptional activators acting as a co-activator molecule linking DNA-bound activators and the basal transcriptional complex.

Hence rather than acting as a basal transcription factor essential for all transcription, TFIIA appears to play a key role in the response of the complex to activating and inhibiting molecules. Such a role is of particular importance since the antagonism between positively and negatively acting factors in the assembly of the basal transcriptional complex may play a critical role in regulating the rate of transcription, representing a major target for activators and repressors of transcription (see Chapters 5 and 6 for a further discussion of the mechanisms by which specific factors activate or inhibit transcription).

Once TFIID has bound to the DNA, another transcription factor, TFIIB, joins the complex by binding to TFIID ( Fig. 3.5b ). This binding of TFIIB is an essential step in initiation complex formation since, as well as binding to TFIID, TFIIB can also bind to the RNA polymerase itself. Hence it acts as a bridging factor allowing the recruitment of RNA polymerase to the complex in association with another factor TFIIF ( Fig. 3.5c ). Following polymerase binding, three other transcription factors, TFIIE, TFIIH and TFIIJ, rapidly associate with the complex ( Fig. 3.5d ). At this point, TFIIH, which has a DNA helicase activity, unwinds the double-stranded DNA so allowing it to be copied into RNA. Subsequently, the kinase activity of TFIIH which allows it to phosphorylate other proteins, phosphorylates the C-terminal domain of RNA polymerase on the serine amino acid at position five in the conserved sequence Tyr-Ser-Pro-Thr-Ser-Pro-Ser (see section 3.1 ) (for review see Orphanides et al., 1996). This converts it from the non-phosphorylated form which joins the complex to the phosphorylated form which is capable of beginning transcription ( Fig. 3.6 ) .

Figure 3.6 . TFIIH has a helicase activity which unwinds the DNA allowing its transcription into RNA and a kinase activity that phosphorylates the C-terminal region of RNA polymerase which allows it to begin transcription.

Hence TFIIH via its kinase and helicase activities plays a critical role in allowing the basal transcriptional complex to initiate transcription. Moreover, TFIIH also plays a critical role in the repair of damaged DNA providing a possible link between the processes of DNA repair and transcription (for reviews of TFIIH see Hoeijmakers et al., 1996 Zurita and Merino, 2003 ). Interestingly, it has been shown that the kinase activity associated with TFIIH can also phosphorylate the retinoic acid receptor, which is a member of the nuclear receptor transcription factor family discussed in Chapter 4 ( section 4.4 ). This phosphorylation stimulates the ability of the retinoic acid receptor to activate transcription ( Rochette-Egly et al., 1997 ), indicating that TFIIH may play a role in the regulation of transcription factor activity by phosphorylation (see Chapter 8 , section 8.4.2 ).

The complex of the seven factors (TFIIA, B, D, E, F, H and J) and the polymerase is thus sufficient for transcription to occur. As the polymerase moves down the gene during this process, TFIIF remains associated with it, whilst TFIIA and TFIID remain bound at the promoter and are capable of binding another molecule of polymerase allowing repeated rounds of transcription as with the other polymerases (see Fig. 3.5e ).

3.5.2 THE RNA POLYMERASE HOLOENZYME

Although the step by step pathway of assembling the basal transcriptional complex described above was proposed on the basis of a number of studies, an alternative pathway has also been identified based on the finding that some RNA polymerase is found in solution already associated with TFIIB, TFIIF and TFIIH in the absence of DNA. This so-called RNA polymerase holoenzyme has now been observed in a wide range of organisms ranging from yeast to man. It is clear therefore that, in some cases, following binding of TFIIA and TFIID to the promoter, this complex of RNA polymerase and associated factors may bind, resulting in a reduced number of steps being required for complex formation ( Fig. 3.7 ) (for discussion see Greenblatt, 1997 Myer and Young, 1998 ).

Figure 3.7 . Alternative pathways in the assembly of the stable transcriptional complex for RNA polymerase II involving either the step by step pathway (see Fig. 3.5 ) or the binding of a pre-formed complex of RNA polymerase and its associated factors to DNA which has already bound TFIIA and TFIID.

Interestingly, the RNA polymerase holoenzyme also contains a number of other components apart from RNA polymerase itself and the basal transcription factors. Thus, it includes a complex of proteins known as the mediator complex which appears to be required, at least in yeast, for the response to transcriptional activators (see Chapter 5 , section 5.4.1 ). Hence the mediator may serve as a link between these activators and the components of the basal transcriptional complex whose activity they stimulate. In addition, the holoenzyme can also associate with the SWI/SNF complex discussed in Chapter 1 ( section 1.2.2 ), whose role is to remodel the chromatin into a form which allows the binding of transcriptional activators and transcription itself. Hence, at least in some cases, this remodelling complex can be recruited to DNA together with the RNA polymerase and its associated proteins (see Chapter 5 , section 5.5.1 ).

The RNA polymerase holoenzyme is thus a highly complex structure which, as well as RNA polymerase itself and basal transcription factors, also contains factors involved in the response to transcriptional activators and others which remodel chromatin structure. Although this holoenzyme represents only one of the two possible methods by which the basal transcription complex assembles on the DNA, it is clear that regardless of its method of assembly, the basic stable transcriptional complex for RNA polymerase II requires a number of factors in addition to the polymerase itself and is therefore much more complex than that of RNA polymerase I or III.


Site-specific initiation of transcription by RNA polymerase II

RNA polymerase II initiates transcription at specific DNA sequences. Studies using sequence analysis and molecular genetics suggest a simple and universal model of start-site selection by RNA polymerase II. Two consensus sequences occur at fixed positions in promoters from higher eukaryotes and their viruses: the TATA box around -30 and the initiator at the start site of transcription. Both consensus sequences function as positioning elements that control site-specific initiation. As a first step during initiation, the basal transcription factor TFIID binds to the TATA box regulatory transcription factors can tether TFIID bind to the TATA box regulatory transcription factors can tether TFIID to promoters without a consensus TATA box. TFIID then directs the assembly of other basal transcription factors and RNA polymerase II into a preinitiation complex. Finally, RNA polymerase II searches for the best match to the initiator consensus about 30 base pairs downstream of the TATA box to select the exact start site. The transcriptional activity of a start-site sequence generally correlates with its similarity to the initiator consensus, suggesting that there is only one type of initiator.


Footprinting of ribosomal RNA genes by transcription initiation factor and RNA polymerase I

The binding of a species-specific transcription initiation factor (TIF) and purified RNA polymerase I to the promoter region of the 39S ribosomal RNA gene from Acanthamoeba were studied by using DNase I "footprinting." Conditions were chosen such that the footprints obtained could be correlated with the transcriptional activity of the TIF-containing fractions used and that the labeled DNA present would itself serve as a template for transcription. The transcription factor binds upstream from the transcription start site, protecting a region extending from around -14 to -67 on the coding strand, and -12 to -69 on the noncoding strand. The protein that binds to DNA within this region can be competed out by using wild-type promoters but not by using mutants which do not stably bind the factor. RNA polymerase I can form a stable complex in the presence of DNA and transcription factor, allowing footprinting of the complete transcription initiation complex. RNA polymerase I extends the protected region obtained with TIF alone to around +18 on the coding strand, and to +20 on the noncoding strand. This region is not protected by polymerase I in the absence of TIF. The close apposition of the regions protected by TIF and polymerase provides evidence that accurate transcription of the ribosomal gene may be achieved through protein-protein contacts as well as through DNA-protein interactions.


Opções de acesso

Obtenha acesso completo ao diário por 1 ano

Todos os preços são preços NET.
O IVA será adicionado mais tarde no check-out.
O cálculo do imposto será finalizado durante o checkout.

Obtenha acesso limitado por tempo ou ao artigo completo no ReadCube.

Todos os preços são preços NET.


ACKNOWLEDGEMENTS

The authors express their appreciation to Marlene Belfort, Jim Dahlberg, Bill Dynan, Betsy Goodwin, Joel Gottesfeld, Phil Hardwidge, Ralf Janknecht, Alan Lambowitz, John Peyman, Marvin Wickens, and the anonymous referees for comments and suggestions. Research in the authors’ laboratory is supported by the Mayo Foundation, and by grants from the National Institutes of Health and the American Cancer Society. L.A.C. is a predoctoral fellow of the Howard Hughes Medical Institute.

Figura 1. Schematic depiction of 5S rRNA autoregulation that is formally possible because of the ability of Xenopus TFIIIA to bind both 5S rRNA and the dsDNA encoding it. The 5S rRNA gene is indicated as duplex DNA. In the absence of free TFIIIA (trapezoid), the gene is not transcribed (OFF). Free TFIIIA leads to DNA binding and the assembly of an active complex that recruits RNA polymerase III (ON). Accumulation of 5S rRNA has the potential to titrate levels of free TFIIIA, inhibiting transcription activation.

Figura 1. Schematic depiction of 5S rRNA autoregulation that is formally possible because of the ability of Xenopus TFIIIA to bind both 5S rRNA and the dsDNA encoding it. The 5S rRNA gene is indicated as duplex DNA. In the absence of free TFIIIA (trapezoid), the gene is not transcribed (OFF). Free TFIIIA leads to DNA binding and the assembly of an active complex that recruits RNA polymerase III (ON). Accumulation of 5S rRNA has the potential to titrate levels of free TFIIIA, inhibiting transcription activation.

Figura 2. Molecular structure of a portion of TFIIIA bound to dsDNA. The six N‐terminal zinc fingers of TFIIIA are shown in this rendering of the crystal structure ( 17 ). No high resolution structure of TFIIIA with 5S rRNA is available. ( UMA ) Side view of the complex. Protein (cyan backbone trace) N‐terminus is at the right. DNA atoms are indicated as spheres of conventional colors (white, carbon blue, nitrogen red, oxygen gold, phosphorus). ( B ) View of the complex from the N‐terminus of the protein.

Figura 2. Molecular structure of a portion of TFIIIA bound to dsDNA. The six N‐terminal zinc fingers of TFIIIA are shown in this rendering of the crystal structure ( 17 ). No high resolution structure of TFIIIA with 5S rRNA is available. ( UMA ) Side view of the complex. Protein (cyan backbone trace) N‐terminus is at the right. DNA atoms are indicated as spheres of conventional colors (white, carbon blue, nitrogen red, oxygen gold, phosphorus). ( B ) View of the complex from the N‐terminus of the protein.

Figura 3. Schematic model for genetic and biochemical regulation of C.eleganstra‐1 e tra‐2 . ( UMA ) Genetic regulatory relationship ( 26 ). ( B ) Biochemical model for post‐transcriptional regulation of tra‐2 mRNA localization by TRA‐1 protein ( 25 ).

Figura 3. Schematic model for genetic and biochemical regulation of C.eleganstra‐1 e tra‐2 . ( UMA ) Genetic regulatory relationship ( 26 ). ( B ) Biochemical model for post‐transcriptional regulation of tra‐2 mRNA localization by TRA‐1 protein ( 25 ).

Figura 4. Protein biochemistry and putative regulatory interactions of p53. ( UMA ) p53 protein domains. AD, activation domain PRD, proline‐rich SH3‐binding domain TET, tetramerization domain NLS, nuclear localization sequence P, phosphorylation sites. ( B ) Examples of genes regulated by p53, and their relationships to DNA damage control and cellular responses.

Figura 4. Protein biochemistry and putative regulatory interactions of p53. ( UMA ) p53 protein domains. AD, activation domain PRD, proline‐rich SH3‐binding domain TET, tetramerization domain NLS, nuclear localization sequence P, phosphorylation sites. ( B ) Examples of genes regulated by p53, and their relationships to DNA damage control and cellular responses.

Figura 5. Natural and artificial nucleic acid ligands for human NF‐κB. ( UMA ) Strong NF‐κB recognition sequence in dsDNA, derived from the HIV‐1 LTR promoter. ( B ) Predicted secondary structure of em vitro ‐selected RNA aptamer that competes with dsDNA for NF‐κB binding ( 66 ). ( C ) Predicted secondary structure of the 31‐nt core domain of the selected RNA aptamer.

Figura 5. Natural and artificial nucleic acid ligands for human NF‐κB. ( UMA ) Strong NF‐κB recognition sequence in dsDNA, derived from the HIV‐1 LTR promoter. ( B ) Predicted secondary structure of em vitro ‐selected RNA aptamer that competes with dsDNA for NF‐κB binding ( 66 ). ( C ) Predicted secondary structure of the 31‐nt core domain of the selected RNA aptamer.

Examples of multifunctional proteins that bind nucleic acids

Proteína Target a Function b Referências
KU dsDNA/telomerase RNA? DNA end recognition/? 69 , 70
T4 gene 32 ssDNA/mRNA ssDNA binding/translational repression 71 – 75
T4 DNA polymerase DNA/mRNA DNA replication/translational repression 76 – 78
ADAR1 Z‐DNA/dsRNA ?/adenosine deaminase 79 , 80
Thermus thermophilus phenylalanyl‐tRNA synthetase tRNA/dsDNA tRNA charging/? 81
mdm2 p53 protein/RNA Inactivation of p53/? 82
Thymidylate synthase –/mRNA Thymidylate biosynthesis/translational repression 83 , 84
Group II intron RT/maturases Group II intron RNA/dsDNA RNA splicing/DNA insertion 85 – 88
Proteína Target a Function b Referências
KU dsDNA/telomerase RNA? DNA end recognition/? 69 , 70
T4 gene 32 ssDNA/mRNA ssDNA binding/translational repression 71 – 75
T4 DNA polymerase DNA/mRNA DNA replication/translational repression 76 – 78
ADAR1 Z‐DNA/dsRNA ?/adenosine deaminase 79 , 80
Thermus thermophilus phenylalanyl‐tRNA synthetase tRNA/dsDNA tRNA charging/? 81
mdm2 p53 protein/RNA Inactivation of p53/? 82
Thymidylate synthase –/mRNA Thymidylate biosynthesis/translational repression 83 , 84
Group II intron RT/maturases Group II intron RNA/dsDNA RNA splicing/DNA insertion 85 – 88

a Putative targets are indicated in the form: initially discovered target/second target.

b Function is indicated in the form: function of complex with initially discovered target/function of complex with second target.

Examples of multifunctional proteins that bind nucleic acids

Proteína Target a Function b Referências
KU dsDNA/telomerase RNA? DNA end recognition/? 69 , 70
T4 gene 32 ssDNA/mRNA ssDNA binding/translational repression 71 – 75
T4 DNA polymerase DNA/mRNA DNA replication/translational repression 76 – 78
ADAR1 Z‐DNA/dsRNA ?/adenosine deaminase 79 , 80
Thermus thermophilus phenylalanyl‐tRNA synthetase tRNA/dsDNA tRNA charging/? 81
mdm2 p53 protein/RNA Inactivation of p53/? 82
Thymidylate synthase –/mRNA Thymidylate biosynthesis/translational repression 83 , 84
Group II intron RT/maturases Group II intron RNA/dsDNA RNA splicing/DNA insertion 85 – 88
Proteína Target a Function b Referências
KU dsDNA/telomerase RNA? DNA end recognition/? 69 , 70
T4 gene 32 ssDNA/mRNA ssDNA binding/translational repression 71 – 75
T4 DNA polymerase DNA/mRNA DNA replication/translational repression 76 – 78
ADAR1 Z‐DNA/dsRNA ?/adenosine deaminase 79 , 80
Thermus thermophilus phenylalanyl‐tRNA synthetase tRNA/dsDNA tRNA charging/? 81
mdm2 p53 protein/RNA Inactivation of p53/? 82
Thymidylate synthase –/mRNA Thymidylate biosynthesis/translational repression 83 , 84
Group II intron RT/maturases Group II intron RNA/dsDNA RNA splicing/DNA insertion 85 – 88

a Putative targets are indicated in the form: initially discovered target/second target.

b Function is indicated in the form: function of complex with initially discovered target/function of complex with second target.

Transcription factors that bind DNA and RNA

Proteína Target a Function b Nucleic acid binding motif c Referências
TFIIIA 5S rDNA/5S rRNA Transcription factor/rRNA storage factor, autoregulation of 5S gene expression? cys 2 –his 2 zinc fingers 1–3/cys 2 –his 2 zinc fingers 4–6 5 – 19
WT‐1 DNA/RNA? Tumor suppressor transcription factor/RNA splicing factor? cys 2 –his 2 zinc fingers/alternately spliced cys 2 –his 2 zinc fingers with KTS insert 20 – 22
TRA‐1 Developmental genes/tra‐2 mRNA 3′‐UTR Transcription factor/RNA nuclear export cys 2 –his 2 zinc fingers 25 , 26
Bicoid Developmental genes/cad mRNA 3′‐UTR Transcription factor/suppressor of cad mRNA translation Homeodomain 27 , 28
p53 Cell cycle genes/p53, Cdk4 mRNA 5′‐UTRs? Transcription factor/anti‐helicase?, translational repressor? ? 52 , 58 , 59
σ 70 dsDNA/6S RNA Bacterial promotor specificity factor/? ? 89
STAT1 dsDNA/TSU RNA Transcription factor/suppressor of embryonic MHC gene expression? ? 1 , 2
TLS/FUS DNA?/RNA? Transcription factor?/splicing regulator Zinc finger 4
Proteína Target a Function b Nucleic acid binding motif c Referências
TFIIIA 5S rDNA/5S rRNA Transcription factor/rRNA storage factor, autoregulation of 5S gene expression? cys 2 –his 2 zinc fingers 1–3/cys 2 –his 2 zinc fingers 4–6 5 – 19
WT‐1 DNA/RNA? Tumor suppressor transcription factor/RNA splicing factor? cys 2 –his 2 zinc fingers/alternately spliced cys 2 –his 2 zinc fingers with KTS insert 20 – 22
TRA‐1 Developmental genes/tra‐2 mRNA 3′‐UTR Transcription factor/RNA nuclear export cys 2 –his 2 zinc fingers 25 , 26
Bicoid Developmental genes/cad mRNA 3′‐UTR Transcription factor/suppressor of cad mRNA translation Homeodomain 27 , 28
p53 Cell cycle genes/p53, Cdk4 mRNA 5′‐UTRs? Transcription factor/anti‐helicase?, translational repressor? ? 52 , 58 , 59
σ 70 dsDNA/6S RNA Bacterial promotor specificity factor/? ? 89
STAT1 dsDNA/TSU RNA Transcription factor/suppressor of embryonic MHC gene expression? ? 1 , 2
TLS/FUS DNA?/RNA? Transcription factor?/splicing regulator Zinc finger 4

a Putative targets are indicated in the form: DNA target/RNA target.

b Function is indicated in the form: function of DNA complex/function of RNA complex.

c Indication of the protein motif employed for DNA/RNA recognition, if known.

Transcription factors that bind DNA and RNA

Proteína Target a Function b Nucleic acid binding motif c Referências
TFIIIA 5S rDNA/5S rRNA Transcription factor/rRNA storage factor, autoregulation of 5S gene expression? cys 2 –his 2 zinc fingers 1–3/cys 2 –his 2 zinc fingers 4–6 5 – 19
WT‐1 DNA/RNA? Tumor suppressor transcription factor/RNA splicing factor? cys 2 –his 2 zinc fingers/alternately spliced cys 2 –his 2 zinc fingers with KTS insert 20 – 22
TRA‐1 Developmental genes/tra‐2 mRNA 3′‐UTR Transcription factor/RNA nuclear export cys 2 –his 2 zinc fingers 25 , 26
Bicoid Developmental genes/cad mRNA 3′‐UTR Transcription factor/suppressor of cad mRNA translation Homeodomain 27 , 28
p53 Cell cycle genes/p53, Cdk4 mRNA 5′‐UTRs? Transcription factor/anti‐helicase?, translational repressor? ? 52 , 58 , 59
σ 70 dsDNA/6S RNA Bacterial promotor specificity factor/? ? 89
STAT1 dsDNA/TSU RNA Transcription factor/suppressor of embryonic MHC gene expression? ? 1 , 2
TLS/FUS DNA?/RNA? Transcription factor?/splicing regulator Zinc finger 4
Proteína Target a Function b Nucleic acid binding motif c Referências
TFIIIA 5S rDNA/5S rRNA Transcription factor/rRNA storage factor, autoregulation of 5S gene expression? cys 2 –his 2 zinc fingers 1–3/cys 2 –his 2 zinc fingers 4–6 5 – 19
WT‐1 DNA/RNA? Tumor suppressor transcription factor/RNA splicing factor? cys 2 –his 2 zinc fingers/alternately spliced cys 2 –his 2 zinc fingers with KTS insert 20 – 22
TRA‐1 Developmental genes/tra‐2 mRNA 3′‐UTR Transcription factor/RNA nuclear export cys 2 –his 2 zinc fingers 25 , 26
Bicoid Developmental genes/cad mRNA 3′‐UTR Transcription factor/suppressor of cad mRNA translation Homeodomain 27 , 28
p53 Cell cycle genes/p53, Cdk4 mRNA 5′‐UTRs? Transcription factor/anti‐helicase?, translational repressor? ? 52 , 58 , 59
σ 70 dsDNA/6S RNA Bacterial promotor specificity factor/? ? 89
STAT1 dsDNA/TSU RNA Transcription factor/suppressor of embryonic MHC gene expression? ? 1 , 2
TLS/FUS DNA?/RNA? Transcription factor?/splicing regulator Zinc finger 4

a Putative targets are indicated in the form: DNA target/RNA target.

b Function is indicated in the form: function of DNA complex/function of RNA complex.

c Indication of the protein motif employed for DNA/RNA recognition, if known.


Assista o vídeo: Me Salva! GEN04 - Genética - Transcrição: formação de RNA (Agosto 2022).